操作步骤如下
1、剪切组织：先将所取得的组织，用D-Hanks或Hanks液清洗，以去除表面血污，并用手术镊去除黏附的结缔组织等非培养所需组织。再次清洗后，用手术刀将组织切成若干小块，移入青霉素小瓶或小烧杯中，加入适量缓冲液，用弯头眼科剪，反复剪切组织，直到组织成糊状，约1mm3大小。静置片刻后，用吸管吸去上层液体，加入适当的缓冲液再清洗一次。
2、消化分离：消化分离的目的是将细小的组织块消化分离成细胞团或分散的单个细胞，以利于进一步的培养，常用的消化酶有胰蛋白酶和胶原酶。
3、培养：细胞悬液用计数板进行细胞计数。用培养液将细胞数调整为（2～5）×105 cells／ml，或实验所需密度，分装于培养瓶中，使细胞悬液的量以覆盖后略高于培养瓶底部为宜。置CO2培养箱内，5％CO2，37℃静置培养。一般3～5d，原代培养细胞可以黏附于瓶壁，并伸展开始生长，可补加原培养液量1／2的新培养液，继续培养2～3d后换液，一般7～14d可以长满瓶壁，进行传代。
细胞培养是一种体外培育和繁殖细胞的技术，在医学、生物学和药物研发等领域得到广泛应用。通常情况下，进行细胞培养的步骤和方法如下：
1. 细胞选择：根据实验需要选择特定类型细胞，比如癌细胞、造血干细胞等。
2. 培养基配制：选择适当的基础培养基，并加入适量水分、葡萄糖、氨基酸、维生素等营养物质，以及必要的pH调节剂、抗生素等。
3. 细胞采集：采取异种或相同种动物的器官、组织样品，通过消化和机械手段等方法将细胞剥离、分散出来。
4. 细胞接种：将采集的细胞放入含有培养基的培养皿中，等到细胞贴壁后即可流入培养液。
5. 培养过程中的维护：在合适的条件下（一般为35°C-37°C，含有5%$mathrm{CO_2}$）进行恒温孵育，每隔一定时期更换培养基。
6. 细胞传代：等到细胞浓度达到适当程度后，可进行细胞传代，以扩大细胞数量。
